A. DNA模板：
· 盡量使用高質(zhì)量、純化后的DNA作為模板
· 需要提高保真度時(shí)，可使用較高的DNA模板濃度并減少循環(huán)數
· 模板用量：以50 μl反應體系為例——
人基因組DNA：0.1~1.0 μg
大腸桿菌基因組DNA：10~100 ng
Lambda DNA：0.5~5 ng
質(zhì)?；虿《綝NA：0.1~10 ng
B. 引物設計原則：
· 引物長(cháng)度要滿(mǎn)足特異性需要，一般可在18~25個(gè)堿基之間；擴增長(cháng)片段時(shí)在24~30個(gè)堿基之間；
· 當引入克隆位點(diǎn)時(shí)，引物末端應額外增加3個(gè)以上堿基；
· (G+C)%含量應盡量控制在40~60%，兩條引物的(G+C)%含量應盡量接近；
· 引物中GC堿基分布均勻；
· 盡量避免相同堿基連續出現三次以上，3’端應避免使用A或T；
· 避免引物內部自身配對形成二級結構；
· 正反向引物之間應避免配對堿基，尤其是3’端的三個(gè)堿基，否則易生成引物二聚體(Primer dimer)；
· 兩條引物的解鏈溫度（Tm）值應在42~65℃之間，而且兩條引物間相差不超過(guò)5℃；
· 引物Tm值的計算方法：
20 nt以下：Tm = 2℃ x (A + T) + 4℃ x (G + C)
20 nt以上：Tm = 81.5 + 0.41 x (GC%) -600/nt (nt：引物的堿基數)
· 引物用量：
· 0.1~1.0 μM，通?？梢?.2 μM起始，根據體系不同調整用量；
· 使用簡(jiǎn)并引物、隨機引物時(shí)，需增加引物總量以彌補產(chǎn)量損失；但隨著(zhù)引物量加大，特異性將降低；
· 模板較大較多，或結構較復雜(如人基因組DNA)時(shí)，需減少引物用量以提高特異性；
· 模板較小較少(如質(zhì)粒模板)時(shí)，增加引物用量可提高產(chǎn)量。
C. 核苷酸（dNTPs）：
· 常規dNTPs濃度為每種核苷酸0.1~1.0 mM，通?？梢?.2 mM起始，根據體系不同調整用量；
· 低濃度（0.05~0.1 mM）可增加保真性，但會(huì )降低產(chǎn)量；
· 高濃度提高產(chǎn)量，尤其是長(cháng)片段PCR，但會(huì )降低保真度。
D. 鎂離子濃度
· 對于Taq DNA聚合酶，鎂離子的*濃度為1.5~2.0 mM；
· *濃度取決于模板、緩沖液、DNA和dNTPs（每一種都有可能鰲合鎂離子）；
· 鎂離子濃度過(guò)低，會(huì )降低產(chǎn)量；
· 鎂離子濃度過(guò)高，會(huì )增加非特異性PCR產(chǎn)物；
· 優(yōu)化鎂離子濃度時(shí)，通常以0.5 mM梯度遞增，zui高到4 mM。
E. Taq DNA 聚合酶濃度
· 推薦使用濃度為 1~2.5 U/50 μl反應體系。
F. 起始反應
· 在冰上配制反應體系；
· zui后加聚合酶；
· 將熱循環(huán)儀預熱至變性溫度(94℃)后，放入PCR管，立即進(jìn)行反應。
G. 變性溫度與時(shí)間
· 通常于94℃初始變性，使DNA雙鏈*打開(kāi)；
· 變性時(shí)間通常為15~30秒；
· 避免長(cháng)時(shí)間或高溫度孵育；
· 高GC含量模板可提高變性溫度至98℃。
H. 退火溫度與時(shí)間
· 通常情況下，退火溫度為引物Tm值減5℃，在55~60℃之間；
· 提高退火溫度有利于減少非特異性條帶；
· 常規退火時(shí)間為15~30秒。
I. 延伸溫度與時(shí)間
· 延伸反應通常在72℃下進(jìn)行。
· Taq酶的延伸時(shí)間大約為15~30秒/kb DNA；
· 產(chǎn)物小于1 kb時(shí)，建議延伸時(shí)間為30~60秒；
· 產(chǎn)物大于3 kb或反應超過(guò)30個(gè)循環(huán)時(shí)，可能需要更長(cháng)的延伸時(shí)間。
典型的循環(huán)條件：
預變形94℃ 2 分鐘
94℃ 30秒，
55℃ 30秒，
72℃ 1分鐘/1 kb，25~30個(gè)循環(huán)
72℃ 5分鐘
注：上述反應條件適用于普通Taq DNA聚合酶催化的PCR反應。當DNA模板富含GC、具有復雜二級結構、低濃度或產(chǎn)物>5 kb時(shí)可能需要改變相應條件。
